欧阳海峰 吴昌归
西安,第四军医大学西京医院呼吸内科 710032
哮喘的发病过程与机体对一种或多种变应原发生超敏反应有关。变应原致敏是指机体产生特异性IgE的过程。常见的变应原包括屋尘螨、花粉、动物毛皮、昆虫和食物等。变应原致敏导致哮喘、变应性鼻炎、特应性皮炎等疾病的发生。部分工业化国家中,变应原致敏的发生率在人群中达到了25%,而且在过去50年中变应症的发病率显著增加[1]。虽然变应症的发病与多种易感基因有关,但同期人类基因组并未发生变化。因此,环境因素在变应症的发病中有着重要作用。流行病学调查还发现生活在卫生条件较好的城市儿童较生活在农场的儿童哮喘发病率增加。针对这些现象,临床免疫学家提出了“卫生学假设”学说。该学说认为,近几十年来随着疫苗、抗生素的应用以及卫生条件的改善,人群中微生物暴露水平及感染性疾病发病率下降,导致机体免疫调节功能发生缺陷,促成了Th2介导的超敏反应性疾病的发生。
一、变应性免疫应答
变应性免疫应答的特征为:产IgE的体液免疫应答、变应原特异性Th2细胞的分化、Th2类细胞因子(IL-4、IL-5、IL-9、IL-13等)以及Th2相关趋化因子(TARC、MDC)的产生。在发生变应性免疫应答时,IL-4和IL-13作为Igε重链同种型转换因子促进IgE的产生;IL-4、IL-5和IL-9可以增强嗜酸性粒细胞和其前体细胞的存活能力及其活化、趋化能力;IL-9是肥大细胞生长因子;IL-13与杯状细胞增生、粘液高分泌及气道反应性有关;TARC和MDC可以募集Th2细胞至变应性炎症局部。
在变应症发生的急性或早期阶段,变应原交联已致敏的肥大细胞和嗜碱性粒细胞表面的变应原特异性IgE,导致包括Th2细胞因子在内的大量介质的释放,由此形成Th2类细胞因子的极化环境,驱动了Th2细胞的分化和扩增。抗原提呈细胞(DCs和单核细胞)可通过膜表面IgE特异性地捕获变应原。这种抗原提呈作用的增强促进了Th2细胞的分化和活化,变应原特异性IgE放大了Th2免疫应答,造成机体对变应原的免疫应答失调。肥大细胞和嗜碱性粒细胞释放的组胺、白三烯等介质,造成气道平滑肌收缩和水肿,引起支气管收缩和气道狭窄。
在变应症的晚期阶段,活化的Th2细胞和嗜酸性粒细胞募集至炎症局部。Th2细胞释放的IL-5等细胞因子可以动员骨髓中的嗜酸性粒细胞及其前体细胞;炎症局部结构细胞释放的eotaxin等趋化因子可以募集嗜酸性粒细胞至炎症局部。嗜酸性粒细胞是晚期哮喘反应的重要效应细胞:毒性颗粒蛋白的释放导致上皮损伤、白三烯的产生引起支气管收缩、促成气道高反应性。但是,IL-5单克隆中和抗体的临床研究表明IL-5单抗虽然可以显著降低循环嗜酸性粒细胞数量,但对气道高反应性没有影响。在肥大细胞和嗜碱性粒细胞缺失的情况下,利用含有T细胞表位的变应原合成肽段单独活化变应原特异性Th2细胞,可以产生哮喘症状并导致气道反应性增高。这表明在变应症的早期和晚期阶段都可发生气道狭窄,这与Th2细胞和IgE有着直接或间接的相关性。
在同样接触变应原的情况下,仅部分人发生变应症的原因仍不清楚。此外,变应症患者仅对部分变应原过敏而对其他变应原并不过敏的原因也不清楚。但是,阐明健康个体接触变应原后的免疫应答调节过程,有助于我们明确变应症的发病机制并寻找到更好的干预治疗措施。
二、健康个体接触变应原以后的免疫应答过程
接触变应原以后,效应T细胞产生的细胞因子种类和数量在建立及维持耐受或炎症的过程中起到关键作用。若产生了大量的Th2类细胞因子则引起哮喘等变应症的发生。过去认为,健康个体不能识别变应原(免疫忽视)或产生了保护性的Th1类细胞因子。现在已有很多研究证实,健康个体接触变应原发生免疫应答时,产生了Th1类细胞因子。但是,过度的Th1应答也可引起迟发型超敏反应等炎症反应。因此,健康个体对变应原发生的免疫应答应该是产Th1类细胞因子的非炎性免疫应答。
免疫调节机制对健康个体外周免疫耐受的形成是必须的。T细胞受到变应原刺激后产生的细胞因子种类对耐受或变应症的形成具有重要作用。IFN-γ(Th1标记)、IL-4(Th2标记)和IL-10(抗炎细胞因子及Tr1标记)合成和释放比例的不同导致了变应症患者和健康个体的区分。其产生细胞的数量比例是决定上述因子比例的主要因素之一。较低的Tr1数量和较高的Th2数量导致了变应性免疫应答的发生[2],而健康个体则表现为混合的Th1/Th2免疫应答反应并同时存在较强的IL-10免疫应答[3]。
三、Tr1和Th3
有几项研究证实了可分泌大量IL-10和少量TGF-β的Tr1细胞在变应原免疫耐受的维持中有重要作用。养蜂人在放蜂季节受到蜜蜂反复叮咬时,外周血T细胞分泌IL-10显著增加。多数养蜂人在早期体内可产生变应原特异性IgE,并发生皮肤局部的变态反应。但随着IL-10产生的增加局部变态反应很快消失。IL-10的增高是瞬时性的且需要变应原的持续存在,因为放蜂季节后不久,IL-10水平即恢复正常[4]。
暴露于高水平猫毛屑变应原的个体可形成免疫耐受,其机制与IL-10和变应原特异性IgG4的产生有关[5]。这种接触变应原以后产生特异性IgG4而非IgE的现象被称作“修饰后的Th2应答”。但是,这种高剂量变应原暴露与修饰后的Th2应答之间的关联并不适用于屋尘螨等变应原。高剂量屋尘螨抗原暴露反而导致变应症更容易发生。应当指出,不同变应原的相对暴露水平在生物学上也许并不对等。也就是说,高剂量的屋尘螨抗原暴露水平也许仅相当于中度的猫毛屑暴露水平。也许超出室内环境的更高水平的屋尘螨变应原暴露后,可以观察到“高带耐受”现象。
SIT的机制与Th1和Tr1的诱导生成有关。早期的研究发现SIT治疗后IFN-γ/IL-4的比值增高。近来的研究又发现SIT治疗后T细胞、B细胞和单核/巨噬细胞产生IL-10、TGF-β增加[6]。这提示SIT可以通过诱导IL-10和TGF-β的产生调节免疫应答过程。变应症患者经SIT治疗后,其外周血T细胞能够以IL-10和TGF-β依赖的机制抑制效应T细胞的增殖。变应性哮喘患者予以人工合成的变应原肽段治疗后,IL-10表达上调并诱导产生了一群具有抑制功能的CD4+ 调节性T细胞。IL-10和TGF-β与抗体同种型转换相关,IL-10可促进IgG4的产生,TGF-β可促进IgA产生。维生素D3和地塞米松合并用药可以诱导产IL-10的Tr1样细胞的产生。
另一群高水平表达TGF-β和少量表达IL-10的调节性T细胞最早在肠道中发现并被命名为Th3[7]。Th3细胞可抑制肠道中的效应T细胞应答并促进IgA同种型转换。TGF-β可以抑制静息而非活化T细胞的增殖及其分泌细胞因子。TGF-β还可诱导T细胞表达IL-10,而IL-10可以减轻TGF-β介导的纤维化过程[8]。因此,TGF-β和IL-10可以协同调节免疫应答。
四、天然Tregs(nTregs)
人及小鼠外周血中有5-10%的T细胞为nTregs。nTregs和活化的效应T细胞均具备CD4+CD25+的表型。但与效应T细胞不同,多克隆CD3抗体刺激和抗原刺激均不能使nTregs增殖,而且nTregs可以抑制CD4+CD25- T细胞的增殖[9]。除了表达高水平的CD25以外,CTLA4、neuropilin-1、血红素加氧酶-1、notch3、GITR、CD38+CD45RBlow、LAG-3、G蛋白偶联受体83、Foxp3特异或相对特异的表达于nTregs[10]。Foxp3基因缺失可使CD4+CD25high T细胞丧失抑制功能,而异位表达Foxp3可使CD25- T细胞获得抑制性表型[11]。人Foxp3基因突变导致了IPEX综合症的发生,表现为高IgE应答反应、变应性皮炎等免疫功能紊乱[12]。但是,产IL-10的Tr1细胞并不表达Foxp3,这表明其抑制机制不同。
外周血中的nTregs从胸腺中发育分化而来,但也有研究发现低剂量抗原可在外周以抗原特异、TGF-β依赖的方式诱导CD4+CD25highFoxp3+细胞的产生[13]。nTregs在胸腺中的分化经历了阳性选择等过程,而且胸腺髓质上皮细胞和TSLP活化的髓质DCs可以促进nTregs的分化过程。在胸腺中,胸腺基质淋巴细胞生成素(thymic stromal lymphopoietin,TSLP)活化的DCs可诱导胸腺细胞表达Foxp3和CD25,并促进这些细胞的增殖且增强其抑制功能。在外周,TSLP活化的DCs在活化T细胞以后却诱导其向Th2方向分化。TSLP在特应性皮炎患者的角化细胞中高表达。推测TSLP可诱导皮肤发生强烈的Th2应答,产生IL-4、IL-5、IL-13和TNF-α并下调IL-10和IFN-γ的表达[14]。虽然特应性皮炎患者外周血中CD4+CD25highFoxp3+细胞的数量正常,但其在皮肤中的数量减少。
nTregs在胸腺中的发育过程和Th2细胞在外周的分化过程都受TSLP的调节,但却存在不同的细胞分化命运。阐明这种差异信号,有助于进一步明确变应症外周免疫调节紊乱的机制。目前认为,TSLP活化的DCs或不成熟DCs活化初始T细胞后,初始T细胞在低TGF-β、高IL-2的皮肤微环境中向Th2方向分化,在高TGF-β、低IL-2的条件下优先向Treg方向分化。
五、变应症和哮喘中的免疫调节功能缺陷
免疫调节功能缺陷导致了变应症和哮喘的发生。一些研究发现变应症患者体内Tregs的功能存在缺陷。花粉过敏患者的CD4+CD25+ T细胞对CD4+CD25- T细胞增殖的抑制作用减弱。在花粉季节CD4+CD25+ T细胞抑制功能下调的现象更为显著[15]。桦树花粉过敏患者的CD4+CD25+ T细胞对T细胞增殖和IFN-γ的产生有着正常的抑制作用,但对Th2应答的抑制作用减弱[16]。另一项针对花粉或桦树过敏的鼻炎患者所做的研究表明:CD4+CD25+ T细胞并不存在抑制功能缺陷。少部分高表达IL-4和IL-10的患者却存在免疫调节功能的下调[17]。进一步研究证实[18],变应原的种类和剂量对CD4+CD25+ T细胞的抑制功能有重要影响。高浓度的花粉变应原使花粉过敏患者的CD4+CD25+ T细胞抑制CD4+CD25- T细胞增殖的作用减弱。同时,CD4+CD25+ T细胞丧失了无反应性的特点,表现出较强的增殖活性。但此时的CD4+CD25+ T细胞仍然可以抑制Th1类和Th2类细胞因子的产生。同一研究中[18],作者把蜂毒过敏患者的CD4+CD25+ T细胞与不同剂量的蜂毒抗原进行共培养。结果发现,与花粉过敏患者不同,蜂毒过敏患者的CD4+CD25+ T细胞对效应T细胞增殖和细胞因子产生均无抑制作用。在高浓度蜂毒抗原条件下,CD4+CD25+ T细胞表现出很强的增殖活性。部分蜂毒过敏患者同时对花粉过敏,其CD4+CD25+ T细胞对花粉诱导的免疫应答仍有抑制作用。此外,在低浓度蜂毒抗原条件下,蜂毒过敏患者的CD4+CD25+ T细胞对效应T细胞增殖和细胞因子产生则有抑制作用。
哮喘患者中Tr1数量及其功能有无变化目前仍不清楚。有报道发现[19],与重度稳定型哮喘患者和轻度哮喘患者相比,重度不稳定型哮喘患者外周血中分泌IL-10的CD4+ T细胞的数量减少。Shi等[20]比较了正常人群和特应性哮喘患者外周血中CD4+CD25+ Treg细胞的数量与功能,发现该群细胞数量在急性恶化期哮喘患者明显高于正常人和稳定期哮喘患者,后两组之间无显著差别;但各组CD4+CD25+ Treg细胞在体外对CD3和CD28刺激的CD4+CD25- T细胞的增殖活性的抑制作用没有差别。哮喘患者存在着T细胞免疫调节功能缺陷,但其具体数量及功能变化情况需要进行更深入的研究。
六、基于Tregs的可能的哮喘干预治疗
依据目前对Tregs在哮喘发病中的作用的认识,一些基于Tregs的哮喘干预治疗成为可能。TGF-β信号对CD4+CD25+ T细胞发育和Foxp3表达是必须的,因此有可能成为哮喘治疗的新方法。但TGF-β本身致纤维化的作用限制了它的治疗应用。合并应用TGF-β和IL-10可能会增强其免疫调节功能并降低其致纤维化效应。IL-6作为促炎细胞因子,能够促进变应性气道炎症的发生并抑制Tregs的产生。因此阻断IL-6信号通路很可能强化Treg的调节功能,成为哮喘干预治疗的又一个重要靶点。
其次,近几年采用多种免疫方案诱导抗原特异性适应性Tregs产生的研究工作表明,经呼吸道予以抗原吸入[21, 22],抗原和免疫佐剂李司忒菌[23]一起给予可诱导出Tregs。虽然这些Tregs表型并不一致,有的表达IL-10[21],有的表达TGF-β[22],有的表达IL-10和IFN-γ[23],但它们均被证实可抑制变应原诱导的AHR的发生发展[21, 22, 23]。这些Tregs起源于CD25-T细胞,不表达CTLA-4,可在特异抗原刺激下增殖,可表达Foxp3和IL-10/TGF-β。但这些抗原诱导产生的Tregs的本质并未完全确定,推测它们可能包含了adaptive CD4+CD25+ Tregs、Th3、Tr1以及一些其它的T细胞亚群。
最后,某些特定DC亚群可以诱导Tregs的产生。未成熟DCs具有诱导Tregs产生的作用[24]。呼吸道高表达ICOS配体且可瞬时产生IL-10的成熟髓系CD8α- DCs可诱导Th2reg的产生[25]。而成熟CD8α+ DCs可在热处死李司忒菌的刺激下产生IL-10和IL-12,进而诱导Th1reg的生成[23]。类浆细胞样DCs(plasmacytoid DCs,pDCs)可诱导出具有调节活性的T细胞,从而产生呼吸道过敏原耐受,但对该群T细胞亚群需要进行进一步的分析[26]。
七、结语
总之,CD4+CD25+ T细胞和可产生IL-10的Tr1细胞能够抑制变应原诱导的Th2应答。某些亚群的DCs和特定细胞因子的联合作用可以诱导Tregs的产生。健康个体对变应原产生的免疫应答主要以某些调节机制的启动为主。过敏性鼻炎、变应性皮炎和哮喘等变应症患者体内的CD4+CD25+ T细胞存在功能缺陷。但Tregs抑制作用的具体机制目前仍存在争议,而且不同亚型之间存在差异。SIT可以诱导Th1和Tr3的产生。糖皮质激素和维生素D3的合并应用可以诱导产IL-10的Tr1样细胞的产生。进一步阐明变应原致敏中的免疫调节机制,有望为哮喘等变应症寻找到新的治疗策略。
参考文献:
1. Floistrup H, Swartz J, Bergstrom A, et al. Allergic disease and sensitization in Steiner school children. J Allergy Clin Immunol, 2006;117:59-66.
2. Tiemessen MM, Van Ieperen-Van Dijk AG, Bruijnzeel-Koomen CA, et al. Cow’s milk-specific T-cell reactivity of children with and without persistent cow’s milk allergy: key role for IL-10. J Allergy Clin Immunol, 2004; 113:932-939.
3. Akdis M, Verhagen J, Taylor A, et al. Immune responses in healthy and allergic individuals are characterized by a fine balance between allergen-specific T regulatory 1 and T helper 2 cells. J Exp Med,2004;199:1567-1575.
4. Akdis CA, Blaser K.IL-10-induced anergy in peripheral T cell and reactivation by microenvironmental cytokines: two key steps in specific immunotherapy. FASEB J, 1999; 13:603-609
5. Platts-Mills T, Vaughan J, Squillace S, et al. Sensitisation, asthma, and a modified Th2 response in children exposed to cat allergen: a population-based cross-sectional study. Lancet, 2001; 357:752-756.
6. Larche M, Akdis CA, Valenta R. Immunological mechanisms of allergen-specific immunotherapy. Nat Rev Immunol, 2006; 6:761-771.
7. Weiner HL. Induction and mechanism of action of transforming growth factor-β-secreting Th3 regulatory cells. Immunol Rev, 2001; 182:207-214.
8. Kitani A, Fuss I, Nakamura K, et al. Transforming growth factor (TGF)-β1-producing regulatory T cells induce Smadmediated interleukin 10 secretion that facilitates coordinated immunoregulatory activity and amelioration of TGF-β1-mediated fibrosis. J Exp Med, 2003; 198:1179-1188.
9. Shevach EM. CD4+ CD25+ suppressor T cells: more questions than answers. Nat Rev Immunol, 2002; 2:389-400.
10. Khattri R, Cox T, Yasayko SA, et al. An essential role for Scurfin in CD4+CD25+ T regulatory cells. Nat Immunol, 2003; 4:337-342.
11. Khattri R, Cox T, Yasayko SA, et al. An essential role for Scurfin in CD4+CD25+ T regulatory cells. Nat Immunol, 2003; 4:337-342.
12. Wildin RS, Smyk-Pearson S, Filipovich AH. Clinical and molecular features of the immunodysregulation, polyendocrinopathy, enteropathy, X linked (IPEX) syndrome. J Med Genet, 2002; 39:537-545.
13. Apostolou I, von Boehmer H. In vivo instruction of suppressor commitment in naive T cells. J Exp Med, 2004; 199:1401-1408.
14. Soumelis V, Reche PA, Kanzler H, et al. Human epithelial cells trigger dendritic cell mediated allergic inflammation by producing TSLP. Nat Immunol, 2002; 3:673-680.
15. Ling EM, Smith T, Nguyen XD, et al. Relation of CD4+CD25+ regulatory T-cell suppression of allergendriven T-cell activation to atopic status and expression of allergic disease. Lancet, 2004; 363:608-615.
16. Grindebacke H, Wing K, Andersson AC, et al. Defective suppression of Th2 cytokines by CD4CD25 regulatory T cells in birch allergics during birch pollen season. Clin Exp Allergy, 2004; 34:1364-1372.
17. Bellinghausen I, Klostermann B, Knop J, et al. Human CD4+CD25+ T cells derived from the majority of atopic donors are able to suppress TH1 and TH2 cytokine production. J Allergy Clin Immunol, 2003; 111:862-868.
18. Bellinghausen I, Konig B, Bottcher I, et al. Regulatory activity of human CD4 CD25 T cells depends on allergen concentration, type of allergen and atopy status of the donor. Immunology, 2005; 116:103-111.
19. Matsumoto K, Inoue H, Fukuyama S, et al. Decrease of interleukin-10-producing T cells in the peripheral blood of severe unstable atopic asthmatics. Int Arch Allergy Immunol, 2004; 134:295-302.
20. Shi HZ, Li S, Xie ZF,et al. Regulatory CD4+CD25+ T lymphocytes in peripheral blood from patients with atopic asthma. Clin Immunol, 2004;113:172-817.
21. Akbari O, et al. Antigen-specific regulatory T cells develop via the ICOS-ICOS-Ligand pathway and inhibit allergen-induced airway hyperreactivity. Nat Med, 2002; 8:1024-1032.
22. Ostroukhova M, Seguin-Devaux C, Oriss TB, et al. Tolerance induced by inhaled antigen involves CD4(+) T cells expressing membrane-bound TGF-beta and FOXP3. J Clin Invest, 2004; 114:28-38.
23. Stock P, Akbari O, Berry G, et al. Induction of TH1-like regulatory cells that express Foxp3 and protect against airway hyperreactivity. Nat Immunol, 2004; 5:1149-1156.
24. Bonifaz L, Bonnyay D, Mahnke K, et al. Efficient targeting of protein antigen to the dendritic cell receptor DEC-205 in the steady state leads to antigen presentation on major histocompatibility complex class I products and peripheral CD8+ T cell tolerance. J Exp Med, 2002; 196:1627-1638.
25. Akbari O, DeKruyff RH, Umetsu DT. Pulmonary dendritic cells secreting IL-10 mediate T cell tolerance induced by respiratory exposure to antigen. Nat Immunol, 2001; 2:725-731.
26. Gilliet M, et al. The development of murine plasmacytoid dendritic cell precursors is differentially regulated by FLT3-ligand and granulocyte/macrophage colony-stimulating factor. J Exp Med, 2002; 195:953-958.